Эффективность применения низкоинтенсивного лазерного излучения при терапии с использованием аутологичных клеточных продуктов на основе жировой ткани, включая стромально-васкулярную фракцию, показана при разных формах патологии и при проведении реконструктивной и пластической хирургии. В обзоре рассмотрены вопросы, связанные с методическими аспектами выделения стромально-васкулярной фракции из жировой ткани человека, а также с особенностями ее применения при проведении экспериментальных исследований на животных моделях и в клинической практике. Обсуждаются механизмы воздействия низкоинтенсивного лазерного излучения на клетки стромально-васкулярной фракции. Проведен анализ опубликованных за последнее время результатов исследований по изучению влияния лазерного излучения на мезенхимальные стромальные клетки жировой ткани. Обсуждаются результаты экспериментальных исследований по выбору оптимальных режимов и параметров низкоинтенсивного лазерного излучения с целью их применения в комплексных клеточных технологиях. Рассматриваются вопросы, связанные с терапевтическим эффектом применения низкоинтенсивных физических факторов при аутологичной трансплантации стромально-васкулярной фракции и мезенхимальных стромальных клеток при разных формах патологии. Для расширения областей клинического применения клеточной терапии необходимо проведение дальнейших исследований механизмов воздействия низкоинтенсивного лазерного излучения на разные типы клеток и тканей.
регенеративная медицина, клеточные технологии, жировая ткань, стромально-васкулярная фракция, низкоинтенсивное лазерное излучение
1. Charitos I.A., Ballini A., Cantore S., Boccellino M., Di Domenico M., Borsani E., Nocini R., Di Cosola M., Santacroce L., Bottalico L. Stem Cells: A Historical Review about Biological, Religious, and Ethical Issues. Stem Cells International. 2021; (2021): 9978837 p. https://doi.org/10.1155/2021/9978837
2. Hassanshahi A., Hassanshahi M., Khabbazi S., Hosseini-Khah Z., Peymanfar Y., Ghalamkari S., Su Y.W., Xian C.J. Adipose-derived stem cells for wound healing. Journal of Cellular Physiology. 2019; 234(6): 7903-7914. https://doi.org/10.1002/jcp.27922
3. Pak J., Lee J.H., Park K.S., Park M., Kang L.W., Lee S.H. Current use of autologous adipose tissue-derived stromal vascular fraction cells for orthopedic applications. Journal of Biomedical Science. 2017; 24(1): 9 p. https://doi.org/10.1186/s12929-017-0318-z
4. Kuo Y.R., Wang C.T., Cheng J.T., Kao G.S., Chiang Y.C., Wang C.J. Adipose-Derived Stem Cells Accelerate Diabetic Wound Healing Through the Induction of Autocrine and Paracrine Effects. Cell Transplantation. 2016; 25(1): 71-81. https://doi.org/10.3727/096368915x687921
5. Гатиатулина Е.Р., Мантурова Н.Е., Димов Г.П., Васильев В.С., Терюшкова Ж.И. Стромально-васкулярная фракция жировой ткани: механизм действия, перспективы и риски местного применения. Пластическая хирургия и эстетическая медицина. 2019; (2): 43-48. https://doi.org/10.17116/plast.hirurgia201902143
6. Zhao X., Guo J., Zhang F., Zhang J., Liu D., Hu W., Yin H., Jin L. Therapeutic application of adipose-derived stromal vascular fraction in diabetic foot. Stem Cell Research and Therapy. 2020; 11(1): 394. https://doi.org/10.1186/s13287-020-01825-1
7. Еремин П.С., Пигалева Н.А., Мурзабеков М.Б., Лебедев В.Г., Лазарева Н.Л., Еремин И.И., Пулин А.А., Осипов А.Н., Бушманов А.Ю., Котенко К.В. Исследование эффективности применения аутологичных клеточных продуктов на основе жировой ткани для терапии тяжелых местных лучевых повреждений. Саратовский научно-медицинский журнал. 2014; 10(4): 838-844.
8. Лебедев В.Г., Дешевой Ю.Б., Темнов А.А., Астрелина Т.А., Рогов К.А., Насонова Т.А., Лырщикова А.В., Добрынина О.А., Склифас А.Н., Мхитаров В.А., Трофименко А.В., Мороз Б.Б. Изучение эффектов стромально-васкулярной фракции, культивированных стволовых клеток жировой ткани и паракринных факторов кондиционной среды при терапии тяжелых лучевых поражений кожи у крыс. Патологическая физиология и экспериментальная терапия. 2019; 63(1): 24-32. https://doi.org/10.25557/0031-2991.2019.01.24-32
9. Heeschen C., Lehmann R., Honold J., Assmus B., Aicher A., Walter D.H., Martin H., Zeiher A.M., Dimmeler S. Profoundly reduced neovascularization capacity of bone marrow mononuclear cells derived from patients with chronic ischemic heart disease. Circulation. 2004; 109(13): 1615-22. https://doi.org/10.1161/01.cir.0000124476.32871.e3
10. Hu C., Li L. Preconditioning influences mesenchymal stem cell properties in vitro and in vivo. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 2018; 22(3): 1428-1442. https://doi.org/10.1111/jcmm.13492
11. AlGhamdi K.M., Kumar A., Moussa N.A. Low-level laser therapy: a useful technique for enhancing the proliferation of various cultured cells. Lasers in Medical Science. 2012; 27(1): 237-49. https://doi.org/10.1007/s10103-011-0885-2
12. Поддубная О.А. Низкоинтенсивная лазеротерапия в клинической практике (Часть 1). Вестник восстановительной медицины. 2020; 6(100): 92-99. https://doi.org/10.38025/2078-1962-2020-100-6-92-99
13. Friedenstein A.J., Piatetzky S., Petrakova K.V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 1966; 16(3): 381-90.
14. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., Marini F., Krause D., Deans R., Keating A., Prockop D., Horwitz E. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006; 8(4): 315-7. https://doi.org/10.1080/14653240600855905
15. Kuznetsov S.A., Mankani M.H., Gronthos S., Satomura K., Bianco P., Robey P.G. Circulating Skeletal Stem Cells. Journal of Cell Biology. 2001; 153(5): 1133 1140. https://doi.org/10.1083/jcb.153.5.1133
16. Williams J.T., Southerland S.S., Souza J., Calcutt A.F., Cartledge R.G. Cells isolated from adult human skeletal muscle capable of differentiating into multiple mesodermal phenotypes. The American Surgeon. 1999; 65(1): 22-6.
17. De Bari C., Dell’Accio F., Tylzanowski P., Luyten F.P. Multipotent mesenchymal stem cells from adult human synovial membrane. Arthritis and Rheumatism. 2001; 44(8): 1928-42.
18. Tsai M.S., Lee J.L., Chang Y.J., Hwang S.M. Isolation of human multipotent mesenchymal stem cells from second-trimester amniotic fluid using a novel two stage culture protocol. Human Reproduction. 2004; 19(6): 1450-6. https://doi.org/10.1093/humrep/deh279
19. Fukuchi Y., Nakajima H., Sugiyama D., Hirose I., Kitamura T., Tsuji K. Human placenta-derived cells have mesenchymal stem/progenitor cell potential. Stem Cells. 2004; 22(5): 649-58. https://doi.org/10.1634/stemcells.22-5-649
20. Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J.W., Katz A.J., Benhaim P., Lorenz H.P., Hedrick M.H. Multilineage Cells from Human Adipose Tissue: Implications for Cell-Based Therapies. Tissue Engineering. 2001; 7(2): 211-228. https://doi.org/10.1089/107632701300062859
21. Stolzing A., Jones E., McGonagle D., Scutt A. Age-related changes in human bone marrow-derived mesenchymal stem cells: consequences for cell therapies. Mechanisms of Ageing and Development. 2008; 129(3): 163-73. https://doi.org/10.1016/j.mad.2007.12.002
22. Kostromina E., Eremin P., Kondratev D., Veremeev A., Gilmutdinova I. Characterisation of the cell product obtained with the «ESVIEF System» kit for isolation of stromal vascular fraction from human adipose tissue. Proceedings of the 7th International Conference on Bioinformatics Research and Applications (ICBRA 2020). Association for Computing Machinery. New York. USA. 2020: 66-69. https://doi.org/10.1145/3440067.3440079
23. Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P., De Ugarte D.A., Huang J.I., Mizuno H., Alfonso Z.C., Fraser J.K., Benhaim P., Hedrick M.H. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 2002; 13(12): 4279-95. https://doi.org/10.1091/mbc.e02-02-0105
24. Senesi L., De Francesco F., Farinelli L., Manzotti S., Gagliardi G., Papalia G.F., Riccio M., Gigante A. Mechanical and Enzymatic Procedures to Isolate the Stromal Vascular Fraction from Adipose Tissue: Preliminary Results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 2019; (7): 88 p. https://doi.org/10.3389/fcell.2019.00088
25. Andia I., Maffulli N., Burgos-Alonso N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 2019; 19(12): 1289-1305. https://doi.org/10.1080/14712598.2019.1671970
26. Bora P., Majumdar A.S. Adipose tissue-derived stromal vascular fraction in regenerative medicine: a brief review on biology and translation. Stem Cell Research and Therapy. 2017; 8(1): 145 p. https://doi.org/10.1186/s13287-017-0598-y
27. Гильмутдинова И.Р., Костромина Е.Ю., Веремеев А.В., Путова М.В., Марков П.А., Кудряшова И.С., Еремин П.С. Сравнительная характеристика клеточных продуктов, полученных из жировой ткани при помощи двух разных систем для выделения клеточных фракций. Гены & Клетки. 2021; 16(3): 80-85.
28. Павлов В.Н., Казихинуров А.А., Казихинуров Р.А., Агавердиев М.А., Гареев И.Ф., Бейлерли О.А., Мазоров Б.З. Стромально-васкулярная фракция: биология и потенциальное применение. Креативная хирургия и онкология. 2021; 11(1): 92-99. https://doi.org/10.24060/2076-3093-2021-11-1-92-99
29. Maacha S., Sidahmed H., Jacob S., Gentilcore G., Calzone R., Grivel J.C., Cugno C. Paracrine Mechanisms of Mesenchymal Stromal Cells in Angiogenesis. Stem Cells International. 2020; (2020): 4356359 p. https://doi.org/10.1155/2020/4356359
30. Zaman W.S., Makpol S., Sathapan S., Chua K.H. Long-term in vitro expansion of human adipose-derived stem cells showed low risk of tumourigenicity. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 2014; 8(1): 67-76. https://doi.org/10.1002/term.1501
31. Pan Q., Fouraschen S.M., de Ruiter P.E., Dinjens W.N., Kwekkeboom J., Tilanus H.W., van der Laan L.J. Detection of spontaneous tumorigenic transformation during culture expansion of human mesenchymal stromal cells. Experimental Biology and Medicine. 2014; 239(1): 105-115. https://doi.org/10.1177/1535370213506802
32. Володина Ю.Л., Пузырева Г.А., Кончугова Т.В., Ильинская Г.В. Механизмы биологического действия и перспективы применения низкоинтенсивного лазерного излучения в медицине. Системный анализ и управление в биомедицинских системах. 2017; 16(4): 767-75.
33. Zhang R., Zhou T., Liu L., Ohulchanskyy T.Y., Qu J. Dose-effect relationships for PBM in the treatment of Alzheimer’s disease. Journal of Physics D: Applied Physics. 2021; 54(35): 353001 p. https://doi.org/10.1088/1361-6463/ac0740
34. Hamblin M.R., Huang Y.Y., Handbook of Photomedicine. Handbook of Photomedicine. 2013. https://doi.org/10.1201/b15582
35. Gao X., Xing D. Molecular mechanisms of cell proliferation induced by low power laser irradiation. Journal of Biomedical Science. 2009; 16(1): 4-4. https://doi.org/10.1186/1423-0127-16-4
36. Chung H., Dai T., Sharma S.K., Huang Y.Y., Carroll J.D., Hamblin M.R. The nuts and bolts of low-level laser (light) therapy. Annals of Biomedical Engineering. 2012; 40(2): 516-533. https://doi.org/10.1007/s10439-011-0454-7
37. Тучин В.В., Лазеры и волоконная оптика в биомедицинских исследованиях. 2010: 488 c.
38. Dompe C., Moncrieff L., Matys J., Grzech-Leśniak K., Kocherova I., Bryja A., Bruska M., Dominiak M., Mozdziak P., Skiba T.H.I., Shibli J.A., Angelova Volponi A., Kempisty B., Dyszkiewicz-Konwińska M. Photobiomodulation-Underlying Mechanism and Clinical Applications. Journal of Clinical Medicine. 2020; 9(6): 1724. https://doi.org/10.3390/jcm9061724
39. de Andrade A.L.M., Luna G.F., Brassolatti P., Leite M.N., Parisi J.R., de Oliveira Leal Â.M., Frade M.A.C., de Freitas Anibal F., Parizotto N.A. Photobiom odulation effect on the proliferation of adipose tissue mesenchymal stem cells. Revista do Colégio Brasileiro de Cirurgiões. 2014; 41(2): 129-133.
40. Baldari S., Di Rocco G., Piccoli M., Pozzobon M., Muraca M., Toietta G. Challenges and Strategies for Improving the Regenerative Effects of Mesenchymal Stromal Cell-Based Therapies. International Journal of Molecular Sciences. 2017; 18(10). https://doi.org/10.3390/ijms18102087
41. Wang Y., Huang Y.Y., Wang Y., Lyu P., Hamblin M.R. Red (660 nm) or near-infrared (810 nm) photobiomodulation stimulates, while blue (415 nm), green (540 nm) light inhibits proliferation in human adipose-derived stem cells. Scientific Reports. 2017; 7(1): 7781 p. https://doi.org/10.1038/s41598-017-07525-w
42. Ahrabi B., Rezaei Tavirani M., Khoramgah M.S., Noroozian M., Darabi S., Khoshsirat S., Abbaszadeh H.A. The Effect of Photobiomodulation Therapy on the Differentiation, Proliferation, and Migration of the Mesenchymal Stem Cell: A Review. Journal of Lasers in Medical Sciences. 2019; 10(1): S96- S103. https://doi.org/10.15171/jlms.2019.S17
43. Han B., Fan J., Liu L., Tian J., Gan C., Yang Z., Jiao H., Zhang T., Liu Z., Zhang H. Adipose-derived mesenchymal stem cells treatments for fibroblasts of fibrotic scar via downregulating TGF-β1 and Notch-1 expression enhanced by photobiomodulation therapy. Lasers in Medical Science. 2019; 34(1): 1-10. https://doi.org/10.1007/s10103-018-2567-9
44. Fallahnezhad S., Piryaei A., Darbandi H., Amini A., Ghoreishi S.K., Jalalifirouzkouhi R., Bayat M. Effect of low-level laser therapy and oxytocin on osteoporotic bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Journal of Cellular Biochemistr. 2018; 119(1): 983-997. https://doi.org/10.1002/jcb.26265
45. Mvula B., Abrahamse H. Differentiation Potential of Adipose-Derived Stem Cells When Cocultured with Smooth Muscle Cells, and the Role of Low- Intensity Laser Irradiation. Photobiomodulation, Photomedicine, and Laser Surgery. 2016; 34(11): 509-515. https://doi.org/10.1089/pho.2015.3978
46. Zare F., Moradi A., Fallahnezhad S., Ghoreishi S.K., Amini A., Chien S., Bayat M. Photobiomodulation with 630 plus 810 nm wavelengths induce more in vitro cell viability of human adipose stem cells than human bone marrow-derived stem cells. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2019; (201): 111658 p. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.111658
47. Mvula B., Mathope T., Moore T., Abrahamse H. The effect of low-level laser irradiation on adult human adipose derived stem cells. Lasers in Medical Science. 2008; 23(3): 277-282. https://doi.org/10.1007/s10103-007-0479-1
48. Mvula B., Moore T.J., Abrahamse H. Effect of low-level laser irradiation and epidermal growth factor on adult human adipose-derived stem cells. Lasers in Medical Science. 2010; 25(1): 33-9. https://doi.org/10.1007/s10103-008-0636-1
49. de Villiers J.A., Houreld N.N., Abrahamse H. Influence of low intensity laser irradiation on isolated human adipose derived stem cells over 72 hours and their differentiation potential into smooth muscle cells using retinoic acid. Stem Cell Reviews and Reports. 2011; 7(4): 869-82. https://doi.org/10.1007/s12015-011-9244-8
50. de Andrade A.L.M., Luna G.F., Brassolatti P., Leite M.N., Parisi J.R., de Oliveira Leal  M., Frade M.A.C., de Freitas Anibal F., Parizotto N.A. Ph otobiomodulation effect on the proliferation of adipose tissue mesenchymal stem cells. Lasers in Medical Science. 2019; 34(4): 677-683. https://doi.org/10.1007/s10103-018-2642-2
51. Yin K., Zhu R., Wang S., Zhao R.C. Low-Level Laser Effect on Proliferation, Migration, and Antiapoptosis of Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells and Development. 2017; 26(10): 762-775. https://doi.org/10.1089/scd.2016.0332
